Выделение вируса африканской чумы свиней в первичной культуре клеток тестикул свиньи

Разработка и валидация альтернативного метода выделения вируса АЧС из биологического материала от домашних свиней и диких кабанов в первичной культуре клеток тестикул свиньи. Культуру клеток тестикул свиньи можно использовать для вирусовыделении в случае невозможности приобретения доноров, несмотря на меньшую аналитическую чувствительность (от 4.33±0.33 до 5.76±0.13 lg ГАдЕ50/см3) при сравнении со спленоцитами свиньи (от 5.0±0.12 до 6.0±0.14 lg ГАдЕ50/см3). Разработанный метод обладает 100 % специфичностью, 90.91 % диагностической чувствительностью при выделении вируса АЧС как из биологического материала от домашних свиней, так и от диких кабанов.
Проведенные исследования позволили расширить арсенал методов вирусологической диагностики АЧС. Оценка альтернативной культуры клеток, подходящей для выделения, позволила установить оптимальную посевную концентрацию клеток, при которой максимальный титр вируса АЧС может достигать 6.33±0.06 lg ГАдЕ50/см3. Валидированный метод выделения вируса АЧС позволяет применять его в ветеринарных лабораториях при невозможности использования доноров.

1. Galindo I., Alonso C. African swine fever virus: A review // Viruses 2017. V. 9. 103 p.

2. African Swine Fever (ASF) Situation Report 74. URL: https://www.woah.org/app/uploads/2026/03/asf‐report‐74.pdf (дата обращения: 16.02.2026)

3. Costard S., Mur L., Lubroth J., Sanchez‐Vizcaino J. M., Pfeiffer D. U. Epidemiology of African swine fever virus // Virus Res. 2013. V. 173. N 1. P. 191–197. https://doi.org/10.1016/j.virusres.2012.10.030

4. Dixon L.K., Sun H., Roberts H. African swine fever // Antivir Res. 2019. V. 165. P. 34–41. https://doi.org/10.1016/j.antiviral.2019.02.018

5. Eustace MR. On a form of swine fever occurring in British East Africa (Kenya Colony) // J. Comp Pathol Ther. 1921. V. 34. P. 159–191. https://doi.org/10.1016/S0368‐1742(21)80031‐4

6. Beltrán‐Alcrudo D., Lubroth J., Depner K., Rocque S. African swine fever in the Caucasus // EMPRES Watch. 2008. V. 1. P. 1–8. https://doi.org/10.13140/RG.2.1.3579.1200

7. Шотин А.Р., Иголкин А.С., Мазлум А., Шевченко И.В., Бардина Н.С., Морозова Е.О., Шевцов А.А. Африканская чума свиней в Приморском крае: эпизоотическая ситуация и молекулярно‐биологические свойства изолята, выделенного из трубчатой кости от дикого кабана // Ветеринария сегодня. 2022. T. 11. N 4. C. 347–358. https://doi.org/10.29326/2304‐196X‐2022‐11‐4‐347‐358

8. Netherton C.L., Goatley L.C., Reis A.L., Portugal R., Nash R.H., Morgan S.B., Gault L.,Nieto R., Norlin V., Gallardo C., Ho C.S., Sánchez‐Cordón P.J., Taylor G., Dixon L.K. Identification and immunogenicity of african swine fever virus antigens // Front. Immunol. 2019. V.10. Article number: 1318. https://doi.org/10.3389/fimmu.2019.01318

9. Шарыпова Д.В., Жуков И.Ю., Власова Н.Н., Пузанкова О.С., Гаврилова В.Л., Иголкин А.С., Коропова Н.Н., Жбанова Т.В. Сравнительный анализ репродукционных свойств вируса африканской чумы свиней изолята Одинцово 02/14 в первичных культурах клеток // Ветеринария сегодня. 2017. T. 20. N 1. С. 5–9.

10. Takenouchi T., Masujin K., Suzuki S., Haraguchi S., Hiramatsu K., Kokuho T., Uenishi H. Establishment and characterization of the immortalized porcine lung‐derived mononuclear phagocyte cell line // Front Vet Sci. 2022. V. 9. Article number: 1058124. https://doi.org/10.3389/fvets.2022.1058124

11. Мазлум А., Шарыпова Д.В., Гаврилова В.Л., Пузанкова О.С., Жуков И.Ю., Аронова Е.В., Власова Н.Н., Иголкин А.С. Выделение и титрование вируса Африканской чумы свиней в культуре клеток селезёнки свиньи: метод.рекомендации. Владимир: ФГБУ «ВНИИЗЖ», 2019. 24 с.

12. Wilkinson P.J., Lawman M.J., Johnston R.S. African swine fever in Malta, 1978 // Vet Rec. 1980. V. 106. N 5. P. 94–97. https://doi.org/10.1136/vr.106.5.94

13. Roszyk H., Franzke K., Breithaupt A., Deutschmann P., Pikalo J., Carrau T., Blome S., Sehl‐Ewert J. The Role of Male Reproductive Organs in the Transmission of African Swine Fever‐Implications for Transmission // Viruses. 2021. V. 14. N 1. https://doi.org/10.3390/v14010031

14. Perrard‐Sapori M.H., Chatelain P.C., Rogemond N., Saez J.M. Modulation of Leydig cell functions by culture with Sertoli cells or with Sertoli cell‐conditioned medium: effect of insulin, somatomedin‐C and FSH // Mol Cell Endocrinol. 1987. V. 50. P. 193–201. https://doi.org/10.1016/0303‐7207(87)90017‐7.

15. Bernier M., Gibb W., Haour F., Collu R., Saez J.M., Ducharme J.R. Studies with purified immature porcine Leydig cells in primary culture // Biol Reprod. 1983. V. 29. N 5. P. 1172–1178. https://doi.org/10.1095/biolreprod29.5.1172

16. Renier G., Gaulin J., Gibb W., Simard P., Leung T.K., Collu R., Ducharme J.R. Isolation, purification and culture of Sertoli cells from immature piglet testes // Acta Endocrinol (Copenh). 1986. V. 111. N 1. P. 411–418. https://doi.org/10.1530/acta.0.1110411

17. Dores C., Rancourt D., Dobrinski I. Stirred suspension bioreactors as a novel method to enrich germ cells from prepubertal pig testis // Andrology. 2015. V. 3. N 3. P. 590–597. https://doi.org/10.1111/andr.12031