Первичный скрининг аборигенных бактерий‐антагонистов в отношении личинок Meloidogyne hapla

Цель – определить нематицидную активность аборигенных изолятов бактерий выделенных из ризосферы пораженных томатов северной галловой нематодой Meloidogyne hapla.
Исследование проводилось с использованием бактериальных изолятов, полученных из ризосферы томата, поражённого мелойдогинозом, видовая принадлежность которых была определена при помощи анализа нуклеотидной последовательности ДНК. Анализ проводили на приборе DNeasy Plant Mini Kit и идентифицировали полученные результаты с использованием программы Unipro UGENE.
Нематицидная активность рассчитывалась исходя из количества мёртвых особей нематод, посчитанных с использованием микроскопа.
Из ризосферы томатов, поражённых северной галловой нематодой Meloidogyne hapla, выделено в чистую культуру и идентифицировано 10 изолятов бактерий‐антагонистов. Учитывая безопасность для человека и теплокровных животных, 7 из них проверили на нематицидную активность. Согласно полученным данным, применение 5 исследуемых штаммов бактерий вызывало массовую смертность личинок северной галловой нематоды, начиная с 24 часов и к 96 часам после закладки опыта достигла 92,2–97,2 %.
Штаммы бактерий Bacillus thuringiensis ИБ17 (титр 1х10⁵, КОЕ/мл), Pseudomonas silesiensis ИБ18 (титр 1х10⁶, КОЕ/мл), Bacillus mycoides ИБ19 (титр 1х10⁸, КОЕ/мл), Glutamicibacter arilaitensis ИБ23 (титр 1х10⁶, КОЕ/мл), Pseudomonas silesiensis ИБ24 (титр 1х107, КОЕ/мл) проявляют высокую нематицидную активность в отношении личинок M. hapla и могут быть использованы для создания бионематицидов.

1. van den Hoogen J. et al. A global database of soil nematode abundance and functional group composition // Scientific data. 2020. V. 7. N 1. P. 103–105.

2. Nekoval S.N., Churikova A.K., Chernyakovich M.N., Pridannikov M.V. Primary Screening of Microorganisms against Meloidogyne hapla (Chitwood, 1949) under the Conditions of Laboratory and Vegetative Tests on Tomato // Plants. 2023. V. 12. N 18. P. 3323. https://doi.org/10.3390/plants12183323

3. Корчагин В.Н. Атлас болезней и вредителей плодовых, ягодных, овощных культур и винограда. Справочник. Москва: Агропромиздат, Природа, 1989. 333 с.

4. Казаченко И.П., Волкова Т.В., Мухина Т.И., Иванов И.Н. Корневые галловые нематоды рода Meloidogyne на Дальнем Востоке России // Российский паразитологический журнал. 2012. N 2. C. 1–116.

5. Нековаль С.Н., Чернякович М.Н., Чурикова А.К. Нематицидные грибы и их механизм действия в отношении галловых нематод (Meloidogyne spp.) (обзор) // Достижения науки и техники АПК. 2023. Т. 37. N 5. С. 10–20. https://doi.org/10.53859/02352451_2023_37_5_10

6. Зиновьева С.В., Чижов В.Н. Фитопаразитические нематоды России. Москва: КМК, 2012. 385 с.

7. Осташева Н.А. Галловая нематода (Meloidogyne hapla Chitwood) – опасный паразит лекарственных, плодовых и субтропических культур на Черноморском побережье России и меры борьбы с ней // Субтропическое и декоративное садоводство. 2011. N 44. С. 236–240.

8. Gao H. et al. Bacillus cereus strain S2 shows high nematicidal activity against Meloidogyne incognita by producing sphingosine // Scientific reports. 2016. V. 6. N 1. P. 1–11.

9. Чурикова А.К., Нековаль С.Н., Биологические агенты и их метаболиты в борьбе с Meloidogyne spp. при выращивании овощных культур (обзор) // Юг России: экология, развитие. 2022. Т. 17, N 3. С. 175–186. https://doi.org/10.18470/1992-1098-2022-3-175-186

10. Poveda J., Baptista P. Filamentous fungi as biocontrol agents in olive (Olea europaea L.) diseases: Mycorrhizal and endophytic fungi // Crop Protection. 2021. V. 146. Article ID: 105672.

11. Poveda J., Abril-Urias P., Escobar C. Biological control of plant-parasitic nematodes by filamentous fungi inducers of resistance: Trichoderma, mycorrhizal and endophytic fungi // Frontiers in Microbiology. 2020. V. 11. Article ID: 530260.

12. Gu Y.Q., Mo M.H., Zhou J.P., Zou C.S., Zhang K.Q. Evaluation and identification of potential organic nematicidal volatiles from soil bacteria // Soil Biology and Biochemistry. 2007. V. 39. N 10. P. 2567–2575.

13. Diyapoglu A., Oner M., Meng M. Application potential of bacterial volatile organic compounds in the control of root-knot nematodes // Molecules. 2022. V. 27. N 14. P. 4355.

14. Evidente A. Microbial and plant derived low risk pesticides having nematocidal activity // Toxins. 2022. V. 14. N 12. P. 849.

15. Abebew D., Sayedain F.S., Bode E., Bode H.B. Uncovering nematicidal natural products from Xenorhabdus bacteria // Journal of Agricultural and Food Chemistry. 2022. V. 70. N 2. P. 498–506.

16. Abdel Rasoul M.A., El-Habashy D.E. Nematicidal activity of some nanoemulsions of monoterpenes on tomato rootknot nematodes (Meloidogyne javanica) // Journal of Plant Protection and Pathology. 2021. V. 12. N 9. P. 655–661.

17. Mhatre P.H., Thorat Y.E., Manimaran B., Divya K.L., Bairwa A., Chavan S.N., Karthik C. Nematicidal Activity of Secondary Metabolites from Soil Microbes // Sustainable Management of Nematodes in Agriculture, Vol. 2: Role of Microbes-Assisted Strategies. 2024. P. 297–324.

18. Rao M.S., Umamaheswari R., Priti K., Rajinikanth R., Grace G.N., Kamalnath M., Vidyashree M. Role of biopesticides in the management of nematodes and associated diseases in horticultural crops // Plant, soil and microbes. Springer, Cham. 2016. P. 117–148.

19. Хомяк А.И., Асатурова А.М., Сидоров Н.М., Дубяга В.М. Биологический контроль фитопаразитических нематод на основе микроорганизмов (обзор) // Таврический вестник аграрной науки. 2021. N 3. C. 191–219. https://doi.org/10.33952/2542-0720-2021-3-27-191-219

20. Gamalero E., Glick B.R. The use of plant growthpromoting bacteria to prevent nematode damage to plants // Biology. 2020. V. 9. N 11. P. 381. https://doi.org/10.3390/biology9110381

21. Hussain T., Haris M., Shakeel A., Ahmad G., Ahmad Khan A., Khan M.A. Bio-nematicidal activities by culture filtrate of Bacillus subtilis HussainT-AMU: New promising biosurfactant bioagent for the management of Root Galling caused by Meloidogyne incognita // Vegetos. 2020. V. 33. N 2. P. 229–238.

22. Безлер Н.В., Хуссейн А.С., Петюренко М.Ю. ПЦР идентификация и генетическое разнообразие Pseudomonas fluorescens выделенных из агроценоза сахарной свёклы (Beta vulgaris L.) // Вестник ВГУ. 2016. N 1. С. 43–49.

23. Тюкавкина С.Ю., Сылка О.И., Харсеева Г.Г., Лабушкина А.В. Систематика и морфология микроорганизмов. Методы изучения морфологии бактерий. Ростов-на-Дону: Ростовский государственный медицинский университет, 2016. 66 с.

24. Конрат А.Н., Лычагина С.В., Шестеперов А.А. Методические указания «Методология по скринингу in vitro штаммов, изолятов бактерий, обладающих паразитарными и нематицидными свойствами» // Теория и практика борьбы с паразитарными болезнями. 2021. N 22. С. 575–590.

25. Ayala-Doñas A., Cara-García, M.D. Talavera-Rubia M., Verdejo-Lucas S. Management of soil-borne fungi and rootknot nematodes in cucurbits through breeding for resistance and grafting // Agronomy. 2020. V. 10. N 11. P. 1641.

26. Ko K.S., Oh W.S., Lee M.Y., Lee J.H., Lee H., Peck K.R., Song J.H. Bacillus infantis sp. nov. and Bacillus idriensis sp. nov., isolated from a patient with neonatal sepsis // International journal of systematic and evolutionary microbiology. 2006. V. 56. N 11. P. 2541–2544.