Генотоксические эффекты в клетках крови осетровых рыб (Acipenseridae) в условиях садкового хозяйства дельты Волги

Целью настоящей работы явилась оценка степени генотоксического влияния среды обитания на особей русского осетра и стерляди, выращиваемых в условиях садкового хозяйства дельты Волги, с помощью микроядерного и ДНК‐комет тестов.
Кровь у особей русского осетра и стерляди была отобрана прижизненно. Тест ДНК‐комет выполняли щелочным методом. Количество эритроцитов с микроядрами определяли микроскопически. Для оценки физиологического состояния осетровых рыб использовали общепринятые гематологические и биохимические методики.
В исследованной выборке рыб на мазках крови количество эритроцитов с микроядрами в среднем составило у русского осетра 3,20 ± 1,24 ‰, у стерляди – 5,25 ± 1,18 ‰. Доля ДНК в хвосте кометы у эритроцитов русского осетра составила 3,99 %, у стерляди – 6,48 %. Величины показателей момента хвоста и момента Оливе так же были ниже у русского осетра. Среди эритроцитов стерляди можно отметить более гетерогенную картину повреждения ДНК. Показатель длины хвоста кометы у особей стерляди оказался ниже, чем у русского осетра, видимо при повреждении ДНК эритроцитов стерляди образовывались более крупные фрагменты этих молекул. Физиологическое состояние особей стерляди можно охарактеризовать как нормальное, а русского осетра как удовлетворительное, в связи с выявленными отклонениями в значениях некоторых гематологических и биохимических показателей крови.
Изучив влияние среды на особей осетровых рыб, содержащихся в условиях садковой аквакультуры в дельте Волги методом микроядерного и ДНК‐комет тестов можно сделать вывод об отсутствии острого генотоксического влияния в момент исследования.

1. Васильева Л.М. Состояние осетроводства Нижнего Поволжья // Материалы Международного научного форума «Каспий XXI века: пути устойчивого развития», Астрахань, 19–20 февраля, 2020. Астрахань: Изд-во «Астраханский университет», 2020. С. 185–188.

2. Загрязняющие вещества в водах Волжско-Каспийского бассейна / Отв. ред. Бреховских В.Ф., Островская Е.В. Астрахань: Издатель Сорокин Р.В., 2017. 406 с.

3. Петреченкова В.Г., Радованова И.Г. Загрязнение устьевой области р. Волги // Водные ресурсы. 2020. T. 47. N 2. С. 208–217. https://doi.org/10.31857/S0321059620020121

4. Li Y., Qu M., Sun L., Wu Y., Chen Y., Chen H., Kong Z., Liu Z. Genotoxicity study of phenol and o-cresol using the micronucleus test and the comet assay // Toxicological & environmental chemistry. 2005. V. 87. N 3. P. 365–372. https://doi.org/10.1080/02772240500043264

5. Vanzella T., Reis Martinez C., Colus I. Genotoxic and mutagenic effects of diesel oil water soluble fraction on a neotropical fish species // Mutation research. 2007. V. 631. N 1. P. 36–43. https://doi.org/10.1016/j.mrgentox.2007.04.004

6. Hussain B., Sultana T., Sultana S., Masoud M., Ahmed Z., Mahboob S. Fish eco-genotoxicology: Comet and micronucleus assay in fish erythrocytes as in situ biomarker of freshwater pollution // Saudi journal of biological sciences. 2018. V. 25. N 2. P. 393–398. https://doi.org/10.1016/j.sjbs.2017.11.048

7. Bohne J., Catomen T. Genotoxicity in gene therapy: A report on vector integration and designer nucleases // Current opinion in molecular therapeutics. 2008. V. 10. N 3. P. 214–223.

8. Ревазова Ю.А., Илюшина Н.А. К вопросу о негенотоксических канцерогенах // Токсикологический вестник. 2021. Т. 29. N 4. С. 51–55. https://doi.org/10.36946/0869-7922-2021-29-4-51-55

9. Kienzler A., Bony S., Devaux A. DNA repair activity in fish and interest in ecotoxicology. A review // Aquatic toxicology. 2013. V. 134–135. P. 47–56. https://doi.org/10.1016/j.aquatox.2013.03.005

10. Hoeijmakers J. DNA repair mechanisms // Maturitas. 2001. V. 38. N 1. P. 17–23. https://doi.org/10.1016/s0378-5122(00)00188-2

11. Крысанов Е.Ю., Орджоникидзе К.Г., Симановский С.А. Цитогенетические индикаторы при оценке состояния окружающей среды // Онтогенез. Т. 49. N 1. 2018. С. 41–46. https://doi.org/10.7868/S0475145018010056

12. Frenzilli G., Nigro M., Lyons B. The Comet assay for the evaluation of genotoxic impact in aquatic environments // Mutation research. 2008. V. 681. P. 80–92. DOI: 10.1016/j.mrrev.2008.03.001

13. Bolognesi C., Hayashi M. Micronucleus assay in aquatic animals // Mutagenesis. 2011. V. 26. P. 205–213. https://doi.org/10.1093/mutage/geq073

14. Vasquez M. Combining the in vivo comet and micronucleus assays: a practical approach to genotoxicity testing and data interpretation // Mutagenesis. 2010. V. 25. N 2. P. 187–199. https://doi.org/10.1093/mutage/gep060

15. Gazo I., Franěk R., Šindelka R., Lebeda I., Shivaramu S., Pšenička M., Steinbach C. Аncient sturgeons possess effective dna repair mechanisms: influence of model genotoxicants on embryo development of sterlet, Acipenser ruthenus // International journal of molecular sciences. 2021. V. 22. N 1. P. 1–6. https://doi.org/10.3390/ijms22010006

16. Singh N., McCoy M., Tice R., Schneider E. A simple technique for quantitation of low levels of DNA damage in individual cells // Experimental cell research. 1988. V. 175. N 1. P. 184–191. https://doi.org/10.1016/0014-4827(88)90265-0

17. Иванова Н.Т. Атлас клеток крови рыб (сравнительная морфология и классификация форменных элементов крови рыб). М.: Легкая и пищевая пром-сть, 1983. 184 с.

18. Оценка генотоксических свойств методом ДНК-комет in vitro: Методические рекомендации. М.: Федеральный центр гигиены и эпидемиологии Роспотребнадзора, 2011. 16 с.

19. Olive P., Banáth J. The comet assay: a method to measure DNA damage in individual cells // Nature protocols. 2006. V. 1. N 1. P. 23–29. https://doi.org/10.1038/nprot.2006.5

20. Житенева Л.Д. Атлас нормальных и патологически измененных клеток крови рыб. Ростов-на-Дону: Ростовское книжное издательство, 1989. 109 с.

21. Schmidt W. The micronucleus test // Mutation Research/Environmental Mutagenesis and Related Subjects. 1975. V. 31. N 1. P. 9–15. https://doi.org/10.1016/0165-1161(75)90058-8

22. Mersh J., Beauvais M.N., Nagel P. Induction of micronuclei in haemocytes and gill cells of zebra mussels, Dreissena polymorpha, exposed to clastogens // Mutation Research. 1996. V. 371. P. 47–55. https://doi.org/10.1016/s0165-1218(96)90093-2

23. Крюков В.И. Анализ микроядер и ядерных аномалий в эритроцитах рыб, амфибий, рептилий и птиц: критерии выявления и типирования. Научно-методическое пособие. Красноярск: Научно-инновационный центр, 2023. 94 с. https://doi.org/10.58351/230110.2023.91.54.003

24. Bytyutskyy D., Kholodnyy V., Flajšhans M. 3-D structure, volume, and DNA content of erythrocyte nuclei of polyploid fish // Cell Biology International. 2014. V. 38. N 6. P. 708–715. https://doi.org/10.1002/cbin.10247

25. Лепилина И.Н., Романов А.А., Федорова Н.Н. Некоторые гематологические показатели стерляди в речной и морской периоды жизни // Вестник Астраханского государственного технического университета. 2006. N 3. С. 145–150.

26. Лепилина И.Н. Морфологический состав периферической крови предличинок осетровых // Вестник Оренбургского государственного университета. 2006. N 4(54). С. 101–105.

27. Серпунин Г.Г., Сементина Е.В., Савина Л.В. Характеристика крови стерляди разного возраста, выращиваемой в установке замкнутого водоснабжения // Осетровое хозяйство. 2009. N 3. С. 46–51.

28. Flajšhans M., Psenicka M., Rodina M., Tesitel J. Image cytometric measurements of diploid, triploid and tetraploid fish erythrocytes in blood smears reflect the true dimensions of live cells // Cell Biol. Intern. 2011. V. 35. P. 67–71. https://doi.org/10.1042/CBI20100198

29. Ballarin L., Dall'oro M., Bertotto D., Libertini A., Francescon A., Barbaro A. Haematological parameters in Umbrina cirrosa (Teleostei, Sciaenidae): a comparison between diploid and triploid specimens // Comp. Biochem. Physiol. A. 2004. V. 138. P. 45–51. https://doi.org/10.1016/j.cbpb.2004.02.019

30. Bickham J.W., Rowe G.T., Palatnikov G., Mekhtiev A., Mekhtiev M., Kasimov R.Y., Hauschultz D. W., Wickliffe J.K., Rogers W.J. Acute and genotoxic effects of baku harbor sediment on russian sturgeon, acipenser guildensteidti // Bulletin of environmental contamination and toxicology. 1998. V. 61. Р. 512–518. https://doi.org/10.1007/s001289900792

31. Ильинских Н.Н., Ильинских И.Н., Некрасов В.Н. Использование микроядерного теста в скрининге и мониторинге мутагенов // Цитология и генетика. 1988. Т. 22. N 7. С. 67–72.

32. Ильинских Н.Н., Новицкий В.В., Ванчугова Н.Н., Ильинских И.Н. Микроядерный анализ и цитогенетическая нестабильность. Томск: Издательство Томского Университета, 1992. 272 с.

33. Olive P., Banáth J. Induction and rejoining of radiationinduced DNA single-strand breaks: «tail moment» as a function of position in the cell cycle // Mutation research. 1993. V. 294. N 3. P. 275–283. https://doi.org/10.1016/0921-8777(93)90010-e

34. Стяжкина Е.В., Обвинцева Н.А., Шапошникова И.А., Тряпицына Г.А., Стукалов П.М., Пряхин Е.А. Оценка уровня повреждения и репарации ядерной ДНК у плотвы (Rutilus rutilus l.) из водоемов с разным уровнем радиоактивного загрязнения // Радиационная биология. Радиоэкология. 2012. Т. 52. N 2. С. 198–206.

35. Acolas M., Davail B., Gonzalez P., Jean S., Clérandeau C., Morin B., Gourves P., Daffe G., Labadie P., Perrault A., Lauzent M., Pierre M., Le Barh R., Baudrimont M., Peluhet L., Le Menach K., Budzinski H., Rochard E., Cachot J. Health indicators and contaminant levels of a critically endangered species in the Gironde estuary, the sturgeon // Environmental science and pollution research. 2020. V. 27. N 4. P. 3726–3745. https://doi.org/10.1007/s11356-019-05139-5

36. Пронина Г.И., Корягина Н.Ю. Референсные значения физиолого-иммунологических показателей гидробионтов разных видов // Вестник АГТУ. Серия Рыбное хозяйство. 2015. N 4. С. 103–108.

37. Войкина А.В., Сергеева С.Г., Лисовская В.В., Жарынина И.И. Некоторые биохимические показатели сыворотки крови пиленгаса Planilizahaematocheila (Temminck & Schlegel, 1845) Азовского моря в 2019 // Материалы II Международной научно-практической конференции «Биологическое разнообразие: изучение, сохранение, восстановление, рациональное использование», Керчь, 27–30 мая, 2020. Керчь: ООО «Издательство типография «Ариал», 2020. С. 274–278.

38. Cassel S.E., Yanong R.P.E., Pouder D.B., Rodriguez C., Mylniczenko N., Thompson P.M., Stilwell N.K., Heym K.J., Harmon T., Stacy N.I. Reference intervals for blood analytes of adult aquarium-housed russian sturgeon Acipenser gueldenstaedtii // Journal of aquatic animal health. 2021. V. 33. N 1. P. 33–43. https://doi.org/10.1002/aah.10116

39. Lall S., Hardy R., Kaushik S. Fish nutrition (fourth edition). Academic Press. 2022. P. 469–554. https://doi.org/10.1016/C2018-0-03211-9

40. Bavi Z., Zakeri M., Mousavi S., Yavari V. Еffects of dietary taurine on growth, body composition, blood parameters, and enzyme activities of juvenile sterlet (acipenser ruthenus) // Aquaculture nutrition. 2022. V. 2022. Article ID: 1713687. https://doi.org/10.1155/2022/1713687

41. Xue C., Yu G., Hirata T., Sakaguchi M., Terao J. Antioxidative Activity of Carp Blood Plasma on Lipid Peroxidation // Bioscience, biotechnology, and biochemistry. 1998. V. 62. N 2. P. 201–205. https://doi.org/10.1271/bbb.62.201

42. Гераскин П.П., Металлов Г.Ф., Аксенов В.П., Дубовская А.В., Файзулина Д.Р., Галактионова М.Л. Использование биологических индикаторов для оценки загрязненности морской среды в районах расположения ликвидированных поисково- разведочных скважин // Защита окружающей среды в нефтегазовом комплексе. 2009. N 9. С. 55–58.

43. Мирошникова Е.П., Аринжанов А.Е., Килякова Ю.В., Мирошникова М.С., Маленкина К.А., Мирошников И.С. Гематологические параметры молоди стерляди на фоне совместного использования культуры Bacillussubtilis и наночастиц сплава Cu-Zn // Животноводство и кормопроизводство. 2018. N 3. С. 100–109.